1590, Janssen, Países Bajos, el primer microscopio primitivo. 1610, Galileo, Italia, microscopio compuesto con lente objetivo, oculares y tubo 1611, Kepler, principios básicos de microscopía. En 1625, Fabre propuso el término microscopio. En 1665, el británico Robert. Hooke construyó un microscopio capaz de aumentar 140 veces En 1674, Antonio de Holanda. Admirador. Leeuwenhoek, microscopio con aumento de 270x 1684, Huygens holandés, ocular de doble lente - Ocular Huygens A mediados del siglo XIX, Ernst. Abbe propuso una teoría perfecta de la microscopía. 1902, Ives, binoculares modernos. En la década de 1930 nació el primer microscopio electrónico.

Resolución: la distancia mínima que puede distinguir dos puntos similares (cuanto mayor sea la resolución, mayor será la capacidad de obtención de imágenes del microscopio) Principales indicadores para medir las capacidades de obtención de imágenes de los microscopios. Fórmula de cálculo: α: medio ángulo del ángulo de apertura de la muestra con respecto a la lente del objetivo, λ: longitud de onda de la fuente de iluminación n: El índice de refracción del medio entre el condensador y la lente objetivo (el aire es aproximadamente 1, el aceite de la lente de inmersión en aceite es 1,3~1,5, el aceite de cedro es 1,5)

Estructura microscópica (estructura microscópica) La resolución de los microscopios ópticos ordinarios es de aproximadamente 0,2 μm, núcleos celulares, cromosomas, cloroplastos. Las estructuras celulares que superan el nivel de resolución de los microscopios ópticos se denominan colectivamente estructuras ultraestructurales y submicroscópicas.

Ampliación: Ampliación máxima = resolución del ojo humano / resolución del microscopio óptico = ~100μ m / ~0,2μ m ~500 veces Los aumentos que superen lo anterior no aumentarán la resolución y se consideran aumentos infinitos.

técnicas de preparación de muestras

Proceso de toma de muestras

Microscopio de contraste de fase: Principio: Utilizando los efectos de difracción e interferencia de la luz, la diferencia de trayectoria óptica (diferencia de fase) de las ondas de luz que pasan a través de diferentes áreas de la muestra es Se convierte en una diferencia de amplitud (diferencia entre la luz y la oscuridad), lo que hace que el contraste entre la luz y la oscuridad sea claramente visible entre varias estructuras en las células vivas: estructuras especiales: abertura anular, placa de fase; Propósito: Observar estructuras celulares vivas, transparentes e incoloras.

Microscopio de campo oscuro: Principio: imágenes con luz dispersa. Características: Alta resolución. Desventajas: solo se puede observar el contorno del objeto y no se puede distinguir la estructura celular interna;

Microscopio de fluorescencia: principio de imagen en color con fuerte contraste: irradiar un objeto con luz ultravioleta para hacer que el material fluorescente que lleva emita fluorescencia; Propósito: Investigación cualitativa, cuantitativa y localizada sobre sustancias marcadas fluorescentemente en células de tejidos, observación de cortes u observación en tiempo real de moléculas en células vivas. Características: La fuente de luz no ilumina directamente, sino que excita energía, lo que requiere dos filtros especiales;

Microscopio de barrido láser confocal: imágenes tridimensionales en color de alta definición, que alcanzan el valor teórico de la resolución del microscopio óptico. Propósito: corte óptico no dañino de células o planos de tejido: CT celular;

Microscopio óptico de súper resolución Microscopio de súper resolución: nanoescala; tecnología de microscopía de súper resolución; ventajas: sin contacto, sin daños, estructura interna observable: células o tejidos vivos, imágenes de estructuras tridimensionales internas profundas;

Microscopio invertido: observación in vivo.

El microscopio polarizador, en medicina, se utiliza para identificar huesos, dientes, colesterol, fibras nerviosas, células tumorales, músculos estriados, fibras proteicas, husos, colágeno, cromosomas, etc. en las células también tienen birrefringencia.

La microscopía de contraste de interferencia diferencial puede mostrar imágenes tridimensionales de estructuras

microscopio electrónico

En tejido sólido: dispersión mecánica, hidrólisis enzimática, tecnología de microdisección por captura láser.

En ambiente líquido: centrifugación, citometría de flujo, electroforesis celular, método de perlas inmunomagnéticas

definición

Clasificación

condición

Características

Las células derivadas de tejido tumoral maligno se pueden reproducir y pasar indefinidamente in vitro, como: Línea celular HeLa

Utilice la clonación celular para mejorar aún más la uniformidad de las líneas celulares, es decir, aislar células individuales y hacerlas proliferar para formar una población celular.

También conocida como hibridación celular, se refiere al proceso en el que dos o más células sintetizan una sola célula.

Pasos de separación: ① Para separar las células del tejido, se puede utilizar la separación mecánica o la digestión; ② Para separar y purificar un solo tipo de células, generalmente se utiliza la centrifugación en gradiente de densidad o la citometría de flujo; ③ Romper las células y preparar el homogeneizado celular. Puede utilizar el método de homogeneización o el método de disrupción ultrasónica. ④ Utilice diferentes métodos para separar y purificar componentes celulares u orgánulos específicos según el propósito del experimento.

1. Método de homogeneización: gran capacidad de procesamiento de muestras, alta eficiencia, alta velocidad y menos daño a las macromoléculas biológicas 2. Método de lisis química: utilice reactivos químicos como tensioactivos (SDS, TritonX-100, etc.), agentes quelantes (EDTA, etc.), disolventes liposolubles (acetona, cloroformo, tolueno) para lisar la membrana celular. 3. Método de congelación y descongelación repetidas: es más eficaz liberar productos intracelulares que existen alrededor del citoplasma y cerca de la membrana celular. 4. Método de trituración ultrasónico

Centrifugación diferencial: aumente continuamente la velocidad y el tiempo de centrifugación Centrifugación en gradiente de densidad: utilice medios (cloruro de cesio, sacarosa, solución de polisacarosa) para formar un gradiente de densidad continuo o discontinuo en el tubo de centrífuga.

Utilice la cromatografía para purificar proteínas; utilice la electroforesis para analizar e identificar proteínas.

La precipitación centrífuga diferencial es el método principal para la separación y purificación de ácidos nucleicos; la electroforesis en gel es el método principal para la identificación de ácidos nucleicos.

Proceso principal